INTRODUCCIÓN

La familia Cactaceae es de origen americano y posee una distribución desde Canadá a Tierra del Fuego, con mayor diversidad en México. Se estima que existen unos 86 géneros y alrededor de 2000 especies. En Chile, la flora cactológica está representada por unas 160 especies de las cuáles 145 son endémicas, la mayoría amenazadas (Hoffmann, 1989). Actualmente, a nivel mundial existe una demanda creciente por especies de cactáceas tanto con interés científico como para cultivo ornamental, lo cual, de no establecerse sistemas de propagación intensiva, hará disminuir enormemente las poblaciones naturales existentes debido a la acción antrópica con fines comerciales. En general, las cactáceas pueden ser multiplicadas por propagación sexual, mediante semillas, o bien por medios vegetativos empleando esquejes, rebrotes o hijuelos, trozos de frutos, injertos y aplicando técnicas de cultivo de tejidos in vitro. El objetivo del presente trabajo fue establecer cultivos in vitro de once especies de cactáceas nativas e introducidas, con fines de conservación ex situ.

MATERIALES Y MÉTODOS

Se establecieron cultivos asépticos a partir de areolas apicales para la posterior propagación y conservación in vitro de once especies de Cactáceas (Clayton et al., 1990; Rodríguez, 2006). En la investigación se incluyeron especies chilenas y exóticas, entre las cuales figuraron Copiapoa chaniaralensis Ritter, Copiapoa hypogaea Ritter, Eriosyce sandillon (Remy.) Phil., Loxanthocereus aureispinus (F. Ritter) F. Buxbaum, Neoporteria napina (Phil.) Bacbg., Mammillaria elongata DC, Opuntia berteri (Colla) A.E.Hoffm., Opuntia cylíndrica (Juss. ex Lam.) DC, Trichocereus sp., Rhipsalidopsis gaertneri (Regel) Lindgr. y Cereus peruvianus (L.) Mill. Se utilizó medio MS (Murashige & Skoog, 1962) con 0,1 mg L-¹ de ANA y 1,0 o 2,0 mg L-¹ de BAP, o sin bioreguladores, gelificado con Gelrite o agar, incubando bajo condiciones de temperatura y luminosidad controladas (22 ± 2ºC, 3000 lx, 16 h luz). Temperatura ambiental de 22 ± 2ºC, fotoperíodo de 16 horas luz e intensidad lumínica de 50 μmolm^-2s^-1. La evaluación realizada entre la 4ª y 12º semana de incubación consideró variables de sobrevivencia (%), formación de callo (%), brotación (%) y número de brotes.

RESULTADOS

Después de un tiempo variable, según la especie sembrada, se logró la formación de brotes adventicios o axilares en la mayoría de las especies. La mejor respuesta para el desarrollo de brotes se logró en C. hypogeae, M. elongata, Opuntia cylindrica., O. berteri y R. gaertneri en el medio MS suplementado con 0,1 mg^-1L de ANA y 1,0 mg L-¹ de BAP. En C. peruvianus se logró una lenta formación de brotes, previa inducción de callos, en el mismo medio. Trichocereus sp. formó brotes indistintamente en ambas combinaciones de ANA y BAP empleados. El enraizamiento in vitro de los brotes en presencia de fitorreguladores, sólo se logró en algunas de las especies estudiadas (R. gaertneri, C. peruviana). No obstante, O. berteri y Trichocereus sp. enraizaron espontáneamente en un medio MS libre de reguladores. La hiperhidricidad de los tejidos fue un problema que afectó el éxito del cultivo in vitro de algunas especies, lo que se solucionó cambiando el gelificante Gelrite por agar o aumentando su concentración a 5 g L-¹. La posterior conservación es factible en un medio simple con 0,1 mg L-¹ de ANA y 1,0 mg L-¹ de BAP, bajo las mismas condiciones ambientales. Los resultados de sobrevivencia y morfogénesis para 9 de las 11 especies se indican en el siguiente cuadro:

En las especies C. chaniaralensis, E. sandillon y L. aureispinus no hubo respuesta a la formación de callo bajo las condiciones estudiadas. La utilización de 0,1 mgL^-1 de ANA y 1,0 mgL^-1 de BAP resultó exitosa para la formación de brotes en C. hypogaea, M.elongata, O. berteri, Opuntia sp. y Trichocereus sp., en tanto que en N. napina solo se logró la inducción de callo.

Con el mismo medio y después de una prolongada fase de formación de callo, se logró establecer Cereus peruvianus y Rhipsalidopsis gaertneri.

No fue posible inducir una eficiente formación de raíces en la mayoría de las especies en estudio, con las combinaciones de fitorreguladores empleadas.