COMUNICACIONES
L. SEMENAS, Lic. Biol.
SUMMARY
A case of ocular diplostomiasis (parasite cataract in fish or eyefluke disease) is described for the first time in a pisciculture with earth ponds in the province of Chubut. Snails (Chilina dombeiana) were analysed by squashing and rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) by necropsy with microdissection of eyes, for the diagnosis. The findings of sporocysts of Diplostomidae in the hepatopancreas of snails and metacercariae of Diplostomum sp. in the lens of fish confirm the cataract as parasitic. Detailed recommendations for the control and prevention of the disease, based mainly on ecological methods, taking into account the cycle of the parasite and the characteristics of the building of the pisciculture are given. This paper amplifies the distribution of this disease in cultured rainbow trout, including the southern part of South America.
Palabras claves: diplostomiasis ocular, trucha arco iris, Diplostomum sp., estanques en tierra.
Key words: Eyefluke disease, rainbow trout, Diplostomum sp., earth ponds.
INTRODUCCION
La catarata verminosa o diplostomiasis ocular, provocada por distintas especies de Diplostomum y Tylodelphys (Diplostomidae, Trematoda), es una de las enfermedades dominantes en peces dulceacuícolas de climas templados (Ghittino, 1975; Conroy y col., 1985; de Kinkelin y col., 1985; Mc Guigan y Sommervillle, 1985). Los peces son segundos hospedadores intermediarios en el ciclo del parásito y se infestan cuando las cercarias penetran por el tegumento, las branquias o los ojos y realizan una rápida migración, para transformarse después de 24 horas en metacercarias en el cristalino (Ferguson, 1989; Höglund, 1991). La invasión de las cercarias y su posterior maduración causan daño en el cuerpo vítreo y en la retina, cataratas y eventualmente ceguera (Kennedy y Burrough, 1977; Bylund y Sumari, 1981; Ferguson, 1989).
La capacidad de diseminación de los huevos del tremátode por los hospedadores definitivos, las aves y la poca especificidad del parásito en los sucesivos hospedadores serían las causas del cosmopolitismo de esta ictioparasitosis (Chapell y col., 1994). Esta enfermedad afecta tanto a peces silvestres como a cultivados en distintas regiones del mundo, provocando mortalidades masivas en sistemas de cría, especialmente bajo condiciones intensivas, pero no en ambientes naturales (Molnár, 1974; Ghittino, 1975; Evans y col., 1976; Kennedy y Burrough, 1977; Brassard y col., 1981; Conroy y col., 1985; Mc Guigan y Sommervillle, 1985; Niewiadomska, 1988; Höglund y Thulin, 1990; Field e Irwin, 1994; Paperna, 1995).
En la Patagonia argentina se registran infecciones por Diplostomum sp. en ambientes naturales, tanto en peces autóctonos como Galaxias maculatus (puyen chico), G. platei (puyen grande), Percichthys trucha (trucha criolla), Odontesthes hatcheri (pejerrey patagónico), Aplochiton taeniatus (peladilla chica) como en introducidos, Salvelinus fontinalis (trucha de arroyo), S. namaycush (trucha de lago), Salmo trutta (trucha marrón) y Oncorhynchus mykiss (trucha arco iris) (Ortubay y col., 1994).
Teniendo en cuenta el desarrollo incipiente de la piscicultura de agua dulce en la Argentina y no existiendo registros de enfermedades parasitarias graves, el objetivo de este trabajo es describir las características de una infección de trucha arco iris en un establecimiento de cría en la Patagonia argentina.
MATERIAL Y METODOS
El establecimiento afectado está ubicado en la localidad de Río Senguer (45°10'S, 71°20'W) en la provincia de Chubut. Se caracteriza por ser una piscicultura con estanques en tierra, ubicados en Rosario y alimentados por agua que ingresa desde un canal de derivación del Río Senguer.
En mayo de 1995, ante la presencia en proporciones epidémicas de juveniles
de trucha arco iris con ojos blanquecinos (figura 1)
y sin mortalidad, se solicitó a la piscicultura el envío al laboratorio
de ejemplares sacrificados al efecto, agregando en un recipiente separado caracoles
vivos extraídos de los estanques. El material, colocado en una conservadora
con enfriadores, fue enviado por transporte terrestre y tardó 48 horas
en arribar al laboratorio. Los 26 ejemplares del gasterópodo Chilina
dombeiana llegaron muertos y los 10 ejemplares de O. mykiss presentaron distinto
grado de descomposición de la musculatura y las vísceras.
Todo el material fue analizado inmediatamente. Los caracoles se examinaron por
técnica de aplastamiento y los peces por necropsia. Se realizó
microdisección de ojos para extracción y contaje de las metacercarias
presentes. Las metacercarias recuperadas fueron conservadas en alcohol 70%,
teñidas con carmín clorhídrico e identificadas según
Schell (1970).
RESULTADOS Y DISCUSION
Figura 1. Ejemplares de trucha arco iris parasitados
con enturbiamiento evidente del cristalino.
Parasited rainbow trout specimens with evident opacity of crystalline lens.
El análisis taxonómico de las metacercarias indicó que pertenecían al género Diplostomum sp. por la ausencia de quiste, la forma alargada del cuerpo dividida en 2 regiones, ventosa posterior mayor que la anterior, órgano tribocítico bulboso y 2 pseudoventosas laterales. La infección fue de carácter primario y crónico, no registrándose infección secundaria por hongos ni protozoos. La presencia de este parásito permitió confirmar el diagnóstico presuntivo de catarata verminosa o diplostomiasis ocular.
El estado de conservación del material no permitió realizar estudios taxonómicos a nivel de especie ni estudios histológicos destinados a establecer el daño del ojo y eventualmente de otros órganos.
Las cataratas en peces se producen principalmente por desbalance de nutrientes, exposición excesiva a la luz solar o invasión de parásitos (Dukes, 1975; Ferguson, 1989). Sin embargo un examen adecuado del cristalino es suficiente para reconocer la catarata de origen parasitario (Ghittino, 1975). El enturbiamiento del ojo con aspecto blanquecino, en forma uni o bilateral y el cultivo en estanques constituyen las características en común que presentan este caso y otros de diplostomiasis ocular descriptos en peces de cría (Roberts y Sheperd, 1974; Ghittino, 1975; Conroy y col., 1985; Inchausty y Heckmann, 1997). La cantidad de metacercarias encontrada por ojo no fue la suficiente para provocar ceguera. Esta solamente aparece cuando el número de metacercarias es elevado, por encima de 40 y depende del tamaño del pez (Evans y col., 1976). Bajo estas condiciones pierden la eficiencia para alimentarse, produciéndose un retraso en el crecimiento, pérdida de peso y mortalidad directa por hambruna o indirecta por aumento de la vulnerabilidad a la depredación (Kennedy, 1974; Ghittino, 1975; Evans y col., 1976; Palmieri y col., 1976a, b).
Trabajos experimentales han demostrado que hay susceptibilidad diferencial, relacionada con mecanismos de inmunidad humoral y celular, a la infección con D. spathaceum en distintos salmónidos, en una gradiente creciente se ubicarían S. trutta, S. clarki (cutthroat trout), S. fontinalis, O. mykiss y O. kisutch (salmón coho) (Post, 1983; Speed y Pauley, 1985; Whyte y col., 1987; Höglund y Thuvander, 1990). Esta característica podría ser utilizada como una herramienta útil para el manejo tanto de poblaciones silvestres como cultivadas (Speed y Pauley, 1984).
El ciclo de vida de los diplostómidos en la Patagonia argentina tendría como primer hospedador intermediario a Chilina dombeiana (Quaggiotto y Valverde, 1995). Los valores de prevalencia encontrados en los caracoles (7.7%) son próximos a los encontrados para Lymnaea spp. infestada por D. spathaceum (5.7 al 6.5%) en ambientes naturales en Utah (Palmieri y col., 1976 a, b), aunque el número de ejemplares examinado en este caso fue mayor. Este caracol se caracteriza por desplazarse sobre fondos limosos, enterrándose en invierno y se alimenta ramoneando sobre diatomeas epilíticas de pequeño tamaño como Achnantes lanceolata y Synedra tabulata (Castellanos y Gaillard, 1981; Gagliotti, 1993). El hospedador definitivo aún no se ha identificado, aunque se cita la presencia del diplostómido D. minutum en Larus dominicanus (Szidat, 1964; Kreiter y Semenas, 1997), cuyos movimientos en grandes áreas y su régimen dietario variado permitirían el cierre de éste y otros ciclos parásitos de importancia epizootiológica (Kulisic y col., 1995; Kreiter y Semenas, 1997). Distintas especies de aves ictiófagas pueden funcionar como hospedadores definitivos, pero los miembros de la familia Laridae son los más frecuentemente implicados en el ciclo de Diplostomum (Ghittino, 1975, 1976; Chapell y col., 1994; Inchausty y Heckmann, 1997), al menos en América del Norte y en Europa.
Para el control de esta enfermedad se utilizan fundamentalmente métodos ecológicos basados en un adecuado conocimiento de la biología de los parásitos y de su relación con los hospedadores (Chapell y col., 1994). Las infecciones se deben principalmente a la existencia de vegetación, que facilita la presencia de caracoles; a la temperatura del agua, que condiciona la emergencia de cercarias y a la presencia de aves ictiófagas adecuadas, que permiten el cierre del ciclo (Palmieri y col., 1976a, b; Heckmann, 1995; Paperna, 1995). La interrupción de éste a través de la eliminación de los caracoles, la disminución de las cercarias y el alejamiento de las aves ictiófagas se consideran fundamentales para la prevención y el control de la enfermedad (Evans y col., 1976; Ghittino, 1975, 1976; Field e Irwin, 1994; Heckmann, 1995). Por lo tanto, las recomendaciones para este caso fueron:
Se han probado controles biológicos con el microsporídeo Nosema strigeoideae que ataca selectivamente los esporocistos y las cercarias de D. spathaceum en el caracol (Palmieri y col., 1976a) y medicamentosos, utilizando las propiedades terapéuticas y profilácticas sobre las metacercarias de esta especie parásita de un derivado de isoquinoleína-piracina, administrado con la comida (Bylund y Sumari, 1981) o en baños (Szekely y Molnar, 1991). Este tipo de controles deberían incorporarse cuando los métodos ecológicos no funcionan, pero son difíciles de instaurar en cuerpos de agua muy grandes (Bylund y Sumari, 1981; Heckmann, 1995) donde se usan otras metodologías, como la aplicación de rotenona, un pesticida que tiene propiedades tóxicas sobre peces e invertebrados acuáticos controlando de este modo la prevalencia e intensidad de la enfermedad (Inchausty y Heckmann, 1997).
Los registros en Argentina (Ortubay y col., 1994) indican que la diplostomiasis se extiende en ambientes naturales desde los 39°46' S (Lago Huechulafquén) hasta los 54°25' S (Lago Yehuín). Esta distribución se superpone en parte con la de sus probables hospedadores, C. dombeiana que se encuentra en zonas templadas y templado frías de América del Sur (Castellanos y Miquel, 1991) y L. dominicanus que se distribuye desde el sur de Brasil y Perú hasta el Archipiélago Antártico. La presencia de Diplostomum es en general común a todos los peces que habitan un mismo cuerpo de agua y de las 24 especies de peces citadas para Patagonia (Ortubay y col., 1994), hay registros de diplostomiasis en 9 de ellas. Los más frecuentes corresponden a trucha arco iris, entre las especies introducidas y al puye grande, entre las autóctonas. Todo esto sugiere que están dadas las condiciones en los ambientes naturales para que el ciclo se cumpla y, por ende, para que el mismo pueda darse cuando se realizan cultivos de peces en jaulas.
Este trabajo constituye la primera cita de diplostomiasis ocular en peces de cultivo de la Patagonia argentina y extiende la distribución conocida de esta enfermedad en trucha arco iris hasta el sur de Argentina.
RESUMEN
Se describe por primera vez para la Patagonia argentina un caso de diplostomiasis ocular o catarata verminosa en peces de un establecimiento de cría en estanques en la provincia de Chubut. Para el diagnóstico se analizaron caracoles (Chilina dombeiana) por técnica de aplastamiento y truchas arco iris (Oncorhynchus mykiss) por técnica de necropsia con microdisección de ojos. El hallazgo de esporocistos de Diplostomidae en el hepatopáncreas de los caracoles y de metacercarias de Diplostomum sp. en los cristalinos de los peces, permitió diagnosticar que la catarata era de origen parasitario. Se detallan las recomendaciones dadas para el control y la prevención de la enfermedad, basadas en métodos ecológicos teniendo en cuenta fundamentalmente el ciclo del parásito y las características de las instalaciones de la piscicultura. Este trabajo amplía la distribución de esta enfermedad en trucha arco iris cultivada hasta el sur de Argentina.
AGRADECIMIENTOS
A Giorgio Georgetti por facilitar bibliografía y a Víctor
Báez por la toma de fotografías en la piscicultura.
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Aceptado: 16.06.98.
BIBLIOGRAFIA
BRASSARD, P., M. CURTIS, M. RAU. 1981. Seasonality of Diplostomum spathaceum (Trematoda: Strigeidae) trasmission to brook trout (Salvelinus fontinalis) in northern Quebec, Canada, Can. J. Zool. 60: 2258-2263.
BYLUND, G., O. SUMARI. 1981. Laboratory tests with Droncit against diplostomiasis in rainbow trout, Salmo gairdneri Richardson, J. Fish Dis. 4: 259-264.
CASTELLANOS, Z. A. de, M. C. GAILLARD. 1981. Chilinidae (Gasteropoda, Mollusca) Fasc. IV. En: Fauna de Agua Dulce de la República Argentina. Volumen XV. FECIC. Buenos Aires: 9-53.
CASTELLANOS, Z. A. de, S. MIQUEL. 1991. Distribución de los Pulmonata Basommatophora. Fasc. IX. En: Fauna de Agua Dulce de la República Argentina. Volumen XV. FECIC. Buenos Aires: 1-11.
CHAPPELL, L. H. , L. J. HARDIE, C. J. SECOMBES. 1994. Diplostomiasis: the disease and host-parasite interactions. En: Pike, W., J. Lewis (eds.). Parasitic Diseases of Fish. Samara Publishing Ltd. Tresaith, pp. 59-86.
CONROY, G., D. CONROY, J. SANTACANA, F. PERDOMO. 1985. Diplostomiasis in cultured Venezuelan grey mullets, Bull. Europ. Ass. Fish Pathol. 5: 14-15.
DE KINKELIN, P., C. MICHEL, P. GHITTINO. 1985. Tratado de enfermedades de los peces. Ed. Acribia S.A., Zaragoza, 353 pp.
DUKES, T. W. 1975. Ophthalmic pathology of fishes. Cap. 15. En: Ribelin, W., G. Migaki (eds.). The Pathology of Fishes. The University of Wisconsin Press. Wisconsin, pp. 383-398.
EVANS, R. S., R. A. HECKMANN, J. PALMIERI. 1976. Diplostomiasis in Utah, Utah Acad. Proc. 53: 20-25.
FERGUSON, H. W. 1989. Systemic Pathology of Fish. Iowa State University Press. Ames, 134 pp.
FIELD, J. S., S. W. B. IRWIN. 1994. The epidemiology, treatment and control of diplostomiasis on a fish farm in Northern Ireland. En: Pike, W., J. Lewis (eds.). Parasitic Diseases of Fish. Samara Publishing Ltd. Tresaith, pp. 87-100.
GAGLIOTTI, P. 1993. Efectos de pastoreo en la comunidad de algas adheridas de un ambiente léntico andino. En: Resúmenes de la XVI Reunión Argentina de Ecología, Puerto Madryn, Argentina, 43 pp.
GHITTINO, P. 1975. Rilievi clinici e patologici su un caso di Cattarata Verminosa in trotelle iridee d'allevamento, Riv. Ittal. Pisc. e Ittiopat. X: 59-61.
GHITTINO, P. 1976. Ruolo degli uccelli ittiofagi nel trasmettere malattie dei pesci in piscicoltura. Riv. Ittal. Pisc. e Ittiopat. XI: 101.
HECKMANN, R. 1995. Managing and understanding fish health, Aquacul. Magazine, 21: 43-57.
HÖGLUND, J. 1991. Ultraestructural observations and radiometric assay on cercarial penetration and migration of the digenean Diplostomum spathaceum in the rainbow trout Oncorhynchus mykiss, Parasit. Res. 77: 283-289.
HÖGLUND, J., J. THULIN. 1990. The epidemiology of the metacercariae of Diplostomum baeri and D. spathaceum in perch (Perca fluviatilis) from the warm water effluent of a nuclear power station, Jour. Helminthol. 64: 139-150.
HÖGLUND, J., A. THUVANDER. 1990. Indications of non specific protective mechanisms in rainbow trout Oncorhynchus mykiss with diplostomiasis, Dis. Aquat. Org. 8: 91-97.
INCHAUSTY, V. H., R. A. HECKMANN. 1997. Evaluation of fish diplostomiasis in Strawberry Reservoir following rotenone application: a five year study, Great Basin Naturalist. 57: 44-49.
KENNEDY, C. R. 1974. The use of frequency distribution in an attempt to detect host mortality induced infections of diplostotomatid metacercariae, Parasitology. 89: 209-220.
KENNEDY, C. R., R. BURROUGH, 1977. The population biology of 2 species of eyefluke Diplostomum spathaceum and Tylodelphys clavata in perch, J. Fish Biol. 11: 619-633.
KREITER, A., L. SEMENAS. 1997. Helmintos parásitos de Larus dominicanus en la Patagonia argentina, Bol. Chil. Parasitol. 52: 39-42.
KULISIC, Z., M. MARKOVIC, P. CAKIC. 1995. Role of gulls (Larus ridibundus, L.) in the epizootiology of parasitic infections in fishes. En: Abstracts of IV International Symposium of Fish Parasitology, Munich, Alemania, 2 pp.
MC GUIGAN, J., C. SOMMERVILLE. 1985. Studies on the effects of cage culture of fish on the parasite fauna in a lowland freshwater loch in the west of Scotland, Z. Parasiten. 71: 673-682.
MOLNAR, K. 1974. On diplostomiasis of the grasscarp fry, Act. Vet. Acad. Scient. Hung. 24: 63-71.
NIEWIADOMSKA, K. 1988. Diplostomum metacercariae (Digenea) in fish of the Dgal Wielki and Wamiak lakes: D. numericum sp.n. and D. baeri, with comments on the synonymy of this species, Ac. Parasit. Polonica 33: 7-24.
ORTUBAY S. G., L. G. SEMENAS, C. A. UBEDA, E. A. QUAGGIOTTO, G. P. VIOZZI. 1994. Catálogo de Peces Dulceacuícolas de la Patagonia Argentina y sus Parásitos Metazoos. Dirección de Pesca, Secretaría de Recursos Naturales, Provincia de Río Negro, Argentina, 110 pp.
PALMIERI, J., A. CALI, R. HECKMANN. 1976 a. Experimental biological control of the eyefluke, Diplostomum spathaceum, by protoozoan hyperparasite, Nosema strigeoideae (Protozoa. Microsporidea), J. Parasitol. 62: 325-326.
PALMIERI, J., R. HECKMANN, R. EVANS. 1976 b. Life cycle and incidence of Diplostomum spathaceum Rudolphi (1819) (Trematoda: Diplostomidae) in Utah, Great Basin Nat. 36: 86-96.
PAPERNA, I. 1995. Digenea (Phylum Platyhelminthes). Cap. 9. En: P. T. K. Woo (eds.). Fish Diseases and Disorders. Vol. I: Protozoans and Metazoans Infections. CAB International, pp. 329-389.
POST, G. 1983. Textbook of Fish Health. TFH Publications Inc. Hong Kong, 256 pp.
QUAGGIOTTO, E. A., F. VALVERDE. 1995. Estadios larvales de trematodes digeneos en Chilina sp. (Mollusca, Pulmonata) de algunos cuerpos de agua de Patagonia, Argentina, Bol. Chil. Parasitol. 50: 33-36.
ROBERTS, R. J., C. J. SHEPERD. 1974. Handbook of Trout and Salmon Diseases. Fishery New Books, Surrey, 330 pp.
SCHELL, S. C. 1970. How to know the Trematodes. W. M. C. Brown Company Publishers. Iowa, 355 pp.
SPEED, P., G. PAULEY. 1984. The susceptibility of four salmonids species to the eyefluke, Diplostomum spathaceum, Northwest Science 58: 312-316.
SPEED, P., G. PAULEY. 1985. Feasibility of protecting rainbow trout, Salmo gairdneri Richardson, by immunizing against the eyefluke, Diplostomum spathaceum. J. Fish Biol. 26: 739-744.
SZEKELY, C., K. MOLNAR. 1991. Praziquantel (Droncit) is effective against diplostomiasis of grasscarp Ctenopharyngodon idella and silver carp Hypophthalmichthys molitrix, Dis. Aquat. Org. 11: 147-150.
SZIDAT, L. 1964. Vergleinchende Helmintologische Untersuchungen an den Argentinischen Grössmowen Larus marinus dominicanus Lichtenstein und Larus ridibundus maculipennis Lichtenstein Nebst Neuen Beobachtungen uber die Artbildung bei Parasiten, Z. Parasiten. 24: 351-414.
WHYTE, S., J. ALLAN, C. J. SECOMBES, L. CHAPELL. 1987. Cercariae and diplostomules of Diplostomum spathaceum elicit an immune response in rainbow trout, Salmo gairdneri Richardson, J. Fish Biol. 31: 185-190.